SCREENING DE CANCER DE CUELLO UTERINO

El screening (detección) de cáncer cervical con un examen de Papanicolaou (Pap) anual es una de las intervenciones preventivas más efectivas que el médico puede ofrecer.

Esto de debe a que se ha producido una dramática reducción en la incidencia de carcinoma de células escamosas de cervix desde que se comenzó a utilizar el método.

Está ampliamente aceptado que el screening de neoplasia cervical salva vidas, pero:

1-     Cuando comenzar con el screening? No es beneficioso antes de comenzar la actividad sexual (porque ello predispone a la exposición al HPV). La American Academy of Family of Phycicians, Canadian Task Force on Preventive Health Care, y U.S. Preventive Services Task Force soportan el inicio del screening al inicio de la vida sexualmente activa. En pacientes donde no se puede determinar la historia sexual fehacientemente se recomienda comenzar desde los 18 años (American Cancer Society y American College of Obstetricians and Gynecologists). En países con bajo riesgo de cáncer cervical como Reino Unido se recomienda a partir de los 21 años, y en Finlandia a partir de los 30 años.

2-     Cuando finalizar el screening? Con la edad disminuye la incidencia de cáncer de cervix, por lo que no presenta beneficio en mujeres mayores (65-69 años) , o que presenten histerectomía total, o con screening anuales realizados en forma regular con resultados negativos (no evidencia de displasia cervical reciente).

3-     Frecuencia del screening: La frecuencia depende de la sensibilidad del método. Es aceptado la realización en forma anual. El Pap es poco sensible con un solo resultado normal, pero aumenta la sensibilidad acumulativa con tres estudios consecutivos normales, por lo que luego se podrían realizar cada 3 años en mujeres inmunocompetentes. El screening anual debe continuarse en mujeres con ciertos factores de riesgo como: primer intercurso sexual a una edad menor de los 18 años, múltiples parejas sexuales o cónyuge con múltiples parejas sexuales, tabaquismo, o bajo nivel socioeconómico. En pacientes inmunocomprometidas se debe realizar dos exámenes separados por 6 meses, si son normales se debe continuar en forma anual.

4-     Nuevos métodos de screening: Las técnicas más comunes utilizadas son el análisis y colección citológica basada en líquidos, y la reevaluación de la muestra convencional inicialmente interpretada como negativa en base a una revisión manual o con técnicas computarizadas. La combinación de ambas técnicas eleva la sensibilidad y los costos. También existen nuevos test de detección de HPV

Comentario:

El Pap es el modelo de una intervención preventiva exitosa. En el futuro, la combinación de técnicas y estrategias prometen ser más efectivas, seguras, y de menor costo; debiendo el médico considerar los costos y consecuencias de test falsos positivos con los beneficios de los resultados de elevada sensibilidad.

Bibliografía:
1- Sawaya GF, Brown AD, Washington AE, Garber AM. Current approaches to cervical-cancer screening. N Engl J Med 2001 May 24;344(21):1603-7
2- Canavan TP, Doshi NR. Cervical cancer. Am Fam Physician 2000 Mar 1;61(5):1369-76
3- Austoker J. Cancer prevention in primary care. Screening for cervical cancer. BMJ 1994 Jul 23;309(6949):241-8

Dejar un comentario

LEUCOPENIA

Leucopenia y/o neutropenia:

En términos generales, es mucho menos frecuente el hallazgo de neutropenia y/o leucopenia, que el de leucocitosis.
Leucopenia se define como un recuento de leucocitos <4000/mm3.
Neutropenia se define como un recuento de granulocitos <1500/mm3.
Esta definición, puede aplicarse para todas las edades y razas, aunque se sabe que los neonatos, por ejemplo tiene aumento del número de granulocitos durante los primeros días de vida y algunas poblaciones de negros y judíos tiene normalmente cifras bajas de granulocitos.

El neutrófilo de la sangre periférica tiene una vida breve de aproximadamente 10 horas, con una vida 1/2 de 6,5 horas. Se distribuye en dos pools: uno circulante, y otro marginal a nivel de los tejidos. La célula progenitora del neutrófilo maduro es la unidad formadora de colonias de granulocitos y macrófagos.
La propensión a infecciones en pacientes neutropénicos depende del RAN (Recuento Absoluto de Neutrófilos).
RAN = Glóbulos blancos totales x (% bandas + % neutrófilos maduros) x 0,01
A su vez, cuanto más severa sea la neutropenia y mayor su duración, mayores serán las posibilidades de sufrir una infección.

Los mecanismos por los cuales pueden producirse son.

1. Disminución de la producción a nivel de la médula ósea.
2. Desplazamiento desde la circulación periférica hacia los tejidos.
3. Destrucción a nivel periférico.
4. Combinación de alguna de las anteriores.

Causas de neutropenia

En los casos de neutropenia adquirida, en general se deben a una disminución en la sobrevida en sangre periférica. La médula ósea es, por lo general, normo o hipercelular con trastornos madurativos. Por el contrario, en los casos de neutropenias por defectos intrínsecos la médula ósea es hipocelular.

A- Neutropenia postinfecciosa: pueden ser de origen bacteriano (fiebre tifoidea, brucelosis, tularemia, etc), de origen viral (influenza, sarampión, hepatitis, rubeola, dengue, fiebre amarilla, HIV, etc), por protozoarios como la malaria y por rickettsias. También se puede observar en infecciones diseminadas como la tuberculosis miliar, la sepsis, etc.
B- Neutropenia secundaria a drogas, agentes físicos y químicos:
1- Por hipoplasia y aplasia medular: radiaciones ionizantes, benzeno, mostazas nitrogenadas, vinblastina, colchicina, antraciclinas, etc.
2- Por mecanismos de hipersensibilidad individual: fenotiazinas, sulfamidas, drogas antitiroideas, anticonvulsivantes, antihistamínicos, agentes antimicrobianos, etc.
C- Neutropenia secundaria a trastornos metabólicos y/o nutricionales: Las causas más frecuentes son la caquexia, la cetoacidosis con hiperglucemia, la anemia perniciosa por déficit de folatos y vitamina B12. Otras menos frecuentes como la enfermedad de Gaucher.
D- Otras causas menos frecuentes de neutropenia son:
- neutropenias autoinmunes: en general moderadas a severas, asociadas a monocitosis periférica. Un porcentaje elevado presenta ANA+ (Anticuerpos AntiNucleares). Se deben a anticuerpos específicos contra neutrófilos de tipo IgM /IgG. Son ejemplos las asociadas a: LES, Sindrome de Felty, PTI, anemia hemolítica autoinmune, etc.
- neutropenia por aumento de la marginación: este tipo de neutropenia se produce como consecuencia de la activación de la fracción 5a del complemento. Se produce una migración de los granulocitos hacia los capilares pulmonares. Se vió asociado a pacientes en hemodialisis, a pacientes con quemaduras, secundario a transfusiones, etc.
- neutropenias secundarias a trastornos hereditarios, congénitos, familiares o misceláneas: son ejemplos de esto, el hiperesplenismo, la leucopenia benigna familiar, la neutropenia hipoplástica crónica, la agranulocitosis genética infantil.
- neutropenia idiopática crónica: es poco frecuente, el diagnóstico es por descarte. Puede aparecer desde la infancia hasta la adultez. La clínica es variable, en general el número de neutrófilos se encuentra entre 200-500/mm3. No hay una causa clara y en general la evolución es benigna pues hay reserva medular. En algunos casos se asocia a ANA+, y el tratamiento en casos severos es con inmunosupresión.
- neutropenia cíclica: es autosómica dominante. Se produce cada 15-35 días. En general se presenta como cuadro de fiebre, faringitis y estomatitis. Suele ser leve y tiende a desaparecer con la edad. La médula es hipoplásica. Se debe realizar un hemograma dos veces por semana por 6-8 semanas para descartarla.

¿ Que conducta adoptar frente a un paciente que se presenta a la consulta con leucopenia?

Es importante como primera medida prestar atención a la historia clínica y al examen físico.
Hacer hincapié en la duración, frecuencia y severidad de infecciones, historia familiar, interrogar sobre infecciones virales recientes, medicamentos que este tomando, síntomas que nos hagan sospechar de alguna afección autoinmune
Ante la presencia de síntomas cíclicos, se sugiere realizar hemograma dos veces por semana por seis semanas, para descartar neutropenia cíclica.
Ante la presencia de mínimos síntomas, infección viral reciente o toma de medicamentos que puedan producir neutropenia, se suspenderá la medicación y se realizara hemograma semanal por 8 semanas y si persiste se realizará Punción de Médula Ósea (PMO).
Por último ante la presencia de síntomas se realizará de entrada PMO. Se solicitará conjuntamente evaluación inmunológica y ANA.

Bibliografía:
1. Lakshman R, Finn A. Neutrophil disorders and their management. J Clin Pathol 2001 Jan;54(1):7-19
2. Rolston KV. New trends in patient management: risk-based therapy for febrile patients with neutropenia. Clin Infect Dis 1999 Sep;29(3):515-21

Dejar un comentario

COMO CREAR UN HISTOGRAMA CON MICROSOFT OFFICE EXCEL

Con Excel se pueden hacer gráficos tipo Histograma o polígonos de frecuencias.
Un Histograma es un gráfico de columnas (barras verticales) donde cada columna representa la cantidad de veces que ocurre un determinado hecho.

Por ejemplo, supongamos que organizamos un curso al que asisten personas de distintas provincias.
Queremos obtener un gráfico que represente la procedencia de los asistentes: más personas hay de una determinada provincia, más alta es la columna correspondiente.

Histograma1

Esto es un histograma. La altura de cada columna de este gráfico es proporcional a la cantidad de gente que proviene de la respectiva provincia.

Si tenemos un cuadro donde se indique lo cantidad de gente por provincia, hacer el gráfico es muy fácil:
1. Seleccionar el cuadro de valores.
2. Tomar las opciones [Insertar/Gráfico].
3. Seguir, de ahí en más, las indicaciones del Asistente para gráficos.

En realidad, el problema no es el gráfico, sino el cuadro: tal vez no tengamos un cuadro elegante de dos columnas donde cada fila sea una provincia y donde se indique la cantidad de asistentes de esa procedencia. Es más probable que tengamos una lista de personas (cada fila una persona) donde se indique la procedencia de cada una. A partir de esta lista tenemos que obtener el cuadro y, entonces sí, pasar al gráfico.

Histograma2

Pare crear el histograma, necesitamos obtener una tabla que diga cuántas personas hay de cada provincia.

Hay varias formas de obtener el cuadro de valores a partir de la lista. Una de las más directas es mediante tablas dinámicas:
1. Seleccionamos la lista original. En particular, nos interesa incluir la columna donde se indica la procedencia.
2. Luego tomamos las opciones del menú [Datos/Informe de tablas y gráficos dinámicos].
3. En el primer paso indicamos [Lista o base de datos de Microsoft Excel], porque ése es el origen de nuestros datos.
4. Hacemos un clic en [Siguiente].
5. En el segundo paso, el cuadro debe indicar correctamente el origen de datos, tal como lo seleccionamos al principio. De modo que seguimos adelante con un clic en [Siguiente].
6. En el último paso indicamos lo ubicación para la tabla de valores que vamos a obtener. Por ejemplo, [Hoja de cálculo nueva].
7. Hacemos un clic en [Finalizar].

Histograma3

Para crear la tabla dinámica seleccionamos la lista de provincias, Incluyendo el título.

Esto no creo la tabla, sino un esqueleto donde debemos acomodar los datos:
1. Tomamos con el mouse el título Procedencia y lo llevamos desde el cuadro [Lista de campos de tabla] hasta donde dice [Coloque campos de fila aquí].
2. Repetimos la maniobra anterior, pero esta vez llevamos el título Procedencia a donde dice [Coloque datos aquí].

Esta tabla dinámica obtenida tampoco es el cuadro que se graficará para obtener el histograma. Ocurre que, en principio, cuando creamos un gráfico a partir de una tabla dinámica, se obtiene un “gráfico dinámico” Si queremos un gráfico común, tenemos que copiar la tabla a otro rango y graficamos ese segundo rango.

NOTA: si tienen más “trucos” de Excel u otros programas que le pueden llegar a venir bien a todos y ser de utilidad y lo quieren compartir por favor mandar al mail del blog (y mejor con capturas o links de descarga, etc.): bioquimicaweb@gmail.com

Comments (1)

MICROBIOLOGIA – COLORACIONES

GRAM:

•    Preparar un extendido fino del material a colorear y dejar secar al aire.
•    Fijar al calor, pasando el preparado 3 o 4 veces dentro de la llama del mechero bunsen.
•    Cubrir el portaobjeto con cristal violeta durante 1 min. y lavar con agua corriente. Eliminar el exceso de agua.
•    Cubrir el portaobjeto con solución de lugol  durante 1 a 2 min. y lavar con agua corriente. Eliminar el exceso de agua.
•    Sostener el porta-objetos entre el dedo pulgar e índice y decolorar con alcohol-acetona. (10 seg.) La decoloración es el paso más crítico del procedimiento de esta técnica. la tendencia a sobredecolorar hace que bacterias Gram positivas aparezcan Gram negativas.
•    Lavar inmediatamente el portaobjetos con agua corriente para remover el alcohol-acetona y frenar la decoloración. Eliminar el exceso de agua.
•    Cubrir el frotis con solución de fucsina o safranina durante 30 – 60 seg. Lavar con agua corriente.
•    Control:     Gram positivo: Staphylococcus aureus
Gram negativo: Escherchia coli

Reactivos:
–    Solución 1:  sol. madre de cristal violeta. Disolver 10 grs. de colorante en 100ml de alcohol 95%. Guardar en botella de vidrio durante un año.
–    Solución de trabajo: filtrar 10 ml de la solución madre y agregar 40 ml de solución recién filtrada de oxalato de sodio al 1% o de H2O dest.
–    Lugol: Disolver 25 gr de Iodo cristalino + 50 g IK + 500 ml H2O dest. Guardar botella color caramelo.
–    Decolorante: Partes iguales de etanol 95% y acetona. Guardar frasco color caramelo a TA (temperatura ambiente).
–    Contracolorante:
a)    Safranina: tomar 20 ml de solución de safranina al 2,5 % en etanol 95% y agregar 180 ml de H2O dest.
b)    Fucsina básica: disolver 0,1 o o,2 g de fucsina básica en 100 ml de H2O dest. Guardar en botella oscura durante un año.

GRAM WEIGERT

Recomendado para observar quistes de Pneumocystis carinii.

•    Fijar con metanol tres minutos.
•    Cubrir con eosina amarilla durante 5 minutos.
•    Lavar con  agua y añadir cristal violeta recién filtrado. Dejar 3 min.
•    Lavar con solución de Iodo y dejar con esta misma 5 minutos.
•    Lavar con agua, secar cuidadosamente con papel, tanto la parte superior como la inferior del porta-objetos y dejar secar al aire.
•    Decolorar con anilina- xileno hasta que no desprenda más color púrpura ( el extendido debe quedar color rosado ).
•    Enjuagar con xileno, secar al aire y observar con inmersión.

Los quistes de P. carinii y hongos se tiñen de azul oscuro e irregularmnete. Los núcleos celulares pueden teñirse de azul si no están bien decolorados, pero no son tan oscuros como los quistes de P. carinii.

Reactivos:
–    Eosina: Disolver 1g de eosina amarilla en 100 ml de agua dest.
–    Cristal violeta: mezclar soloc. A y B . Filtrar antes de usar. Estable por tres meses.
–    Solución A: mezclar 2 ml de anilina con 88 ml de agua dest. Filtrar
–    Solución B: disolver 5 g de cristal violeta en 10 ml de etanol al 95%.
–    Solución de Iodo: 2g de IK + pequeña cantidad de agua dest. Agregar 1 g de iodo y llevar a 300 ml con agua dest.
–    Anilina-xileno: mezclar partes iguales de los 2 reactivos.

ZIEHL NEELSEN

•    Fijar el extendido por calor
•    Cubrir el preparado con sol. de fucsina y calentar el preparado hasta desprendimiento de humos blancos, durante 5 min. Agregar agua si el preparado comienza a desecarse.
•    Lavar con agua y decolorar con alcohol ácido .
•    Lavar con agua y contracolorear con azul de metileno durante 1 min.
•    Lavar y secar al aire. Mirar a 100x.

Reactivos:
–    Fucsina:
a)    Disolver 3g de fucsina en 10 ml al 95%
b)    Disolver 5g  de fenol cristalizado en 100 ml .
c)    Mezclar 10 ml de soluc. A con 90 ml de soluc. B y guardar a temp. ambiente durante 3 meses.
–    Alcohol ácido: 3ml de HCL + 97 ml de “ ol “ al 95%.
–    Azul de metileno: 0,3g de azul de metileno + 100 ml agua dest.

TINTA CHINA

•    Mezclar una gota de LCR con una gota de tinta china (Pelikan) o nigrosina, sobre un portaobjetos. Si la tinta china está muy concentrada diluir con agua destilada.
•    Colocar un cubreobjetos y observar antes que se seque con objetivo de 40 o 100x.
•    Permite observar con claridad microorganismos rodeados de cápsula ( por ej. Cryptococcus neoformans ).

KINYOUN

•    Fijar los extendidos con metanol.
•    Cubrir con carbolfucsina durante 5 min. + calor hasta vapores blancos una vez.
•    Lavar con agua.  Decolorar con H2SO4  5% 30 – 60 segundos.
•    Lavar con agua. Escurrir. Agregar azul de metileno 3 min.
•    Lavar secar. Observar a 100x.
•    Permite observar Cryptosporidium parvum e Isospora belli ( color rojo a rosado ).

Reactivos
–    Solución A:  0,3 g de fucsina + 10 ml de etanol al 95%
–    Solución B: 5g de fenol + 100 ml de agua dest. Calentar hasta disolución.
–    Mezclar A y B. Conservar a temp amb. Estable 1 año.
–    Decolorante: 5 ml  H2SO4  (c) + 95 ml de agua destilada
–    Azul de metileno: 0,3g de azul de metileno + 100 ml de agua dest.

Comments (3)

Diagnóstico Micológico – RECOLECCION Y TRANSPORTE DE MUESTRAS, EXAMEN MICOLOGICO – Micosis Superficiales

En micología la observación directa del hongo en el material tiene valor diagnóstico por si sola debida al carácter de patógeno primario del microorganismo: éste es el caso de los dermatofitos. Cuando desarrolla en cultivo un hongo saprófito o comensal, es necesario determinar su importancia clínica en base a las características del paciente. De esto surge la importancia de la observación de la lesión por parte del micólogo y de la buena toma de muestra para llegar a un buen resultado.

RECOLECCION Y TRANSPORTE DE MUESTRAS

La calidad del diagnóstico de las micosis depende de las calidad y cantidad del material recogido del paciente, de las condiciones de envío, conservación, transporte y procesamiento y de la pericia del micólogo.
Las muestras deben ser representativas, abundantes, libres de contaminantes exógenos o endógenos, y de sustancias que inhiban o alteren la viabilidad de los hongos.
Para asegurar la calidad de la muestra no hay nada mejor que la toma de muestra la realice el micólogo, la inocule en los medios de cultivo, y la procese para la observación microscópica.
Es conveniente recoger los espécimen en recipientes estériles irrompibles y tamaño adecuado y conservarlas a temperatura ambiente.

Indicaciones previas al paciente:
– Suspender la medicación antifúngica interna y/o externa durante un lapso no inferior a las 72 horas antes de efectuar la toma de muestra; de igual modo se suspende el uso de pomadas, talcos, tinturas u otras sustancias que enmascaren la presencia, inhiban o alteren la viabilidad de los hongos.
– Lavar la superficie afectada con agua y jabón blanco no perfumado tres veces por día durante tres días previos a la toma de muestra.
– Las uñas deben higienizarse además con un cepillo blando y no deben estar pintadas.

Preparación del sitio para la toma de muestras:
– En el momento de la toma de muestra se desinfecta con alcohol 70º utilizando una gasa estéril. Si se sospecha una infección por levaduras desinfectar con solución fisiológica ya que estas pueden se susceptibles a la acción del alcohol.
– Materiales:
a) cinta adhesiva transparente
b) bisturí
c) pinza de depilar
d) placa de Petri estéril
e) porta-objetos
f) diferentes tipos de ansa
g) agar Saboureaud
h) agar Lacrimel
i) agar DTM

Siempre es necesario tener tubos con medios de cultivo en lugar de la toma de muestra ya que a veces el material es escaso y en esos casos se recomienda realizar directamente la inoculación a los medios de cultivo.

Métodos de obtención de muestras
a) Cinta adhesiva transparente: se aplica un fragmento de cinta de 10 cm sobre la lesión y se
presiona raspando con el borde lateral de la uña, la superficie de la cinta que cubre la zona afectada para que se adhieran las escamas. La cinta se retira y se aplica sobre una lámina porta-objetos limpia, rebatiendo los extremos hacia abajo para que no se despegue. Es conveniente tomar dos o tres improntas y montarlas individuales

b) Raspado: se utiliza para todas las lesiones descamativas de la piel glabra (sin pelo) en
especial aquellas de gran tamaño. Para obtener el material se raspa el borde activo de la lesión con bisturí estéril . Cuando la lesión afecta los pliegues interdigitales el material se toma del borde de las lesiones, junto a la piel sana de los dedos o de la planta del pie, evitando las áreas maceradas; si la lesión afecta las uñas se raspa la cara profunda de la superficie afectada, próxima a la región sana de la uñas y el lecho subungueal ( se elidirán las zonas friables, de color anormal o hiperqueratósicas) Se debe recoger abundante cantidad de material.

c) Depilación: se utiliza en las lesiones de cuero cabelludo y otras áreas pilosas, y para recoger
el vello de la piel cuando el folículo está inflamado (tinea corporis). La muestra se toma con pinza depilatoria estéril aplicada perpendicularmente a la superficie de la piel y siguiendo el sentido del pelo. Se deben extraer 20 pelos enfermos y las escamas circulantes.

Transporte y conservación de muestras
Es preferible el transporte inmediato al laboratorio, pero no es imprescindible ya que los hongos que producen micosis superficiales pueden ser aislados de las muestras luego de varias semanas si el recipiente donde se han recolectado no tiene humedad.

EXAMEN MICOLOGICO

Examen microscópico directo
– Colocar una porción del material entre porta-objetos y cubreobjetos con KOH ( 10 – 40 % ) ó KOH en partes iguales con tinta Parker azul permanente ( sin hervir ) ó después de dejar durante toda la noche ( en cámara húmeda ). También se puede utilizar agua glicerinada, lo que permite observar los preparados hasta 72 hs sin que se alteren ni se sequen.
– Cuando e espécimen a examinar es una impronta tomada con cinta adhesiva por sospecha de pitiriasis, se coloca entre el portaobjetos y la cinta una gota de azul de metileno 1 %, dejar 10 minutos a temperatura ambiente
– Si se sospecha eritrasma, se deben digerir las escamas con KOH al 20 – 40 % durante toda la noche, luego se lavan las escamas 4 – 5 veces con agua destilada . Fijar con suero, hacer coloración de GRAM y Kinyoun. Se considera positiva cuando se observan filamentos finos y elementos cocoides irregularmente teñidos Gram positivos ó parcialmente ácido alcohol resistentes con Kinyoun.

Cultivos
De rutina:
– DTM, Saboreaud y Lacrimel…………………….25 – 28ºC durante 4 semanas con observación semanal.
– Medio de Bilis de Feo……………………………..25 – 28ºC durante 48 hs y hasta 5 días. Buscar levaduras.
– Saboureaud Sangre ó Agar Sangre (sospecha de eritrasma) ………………………37ºC durante 5 días en CO2. Para investigar Corynebacterium minutissimun (Nocardia ).

Identificación de cepas

- Dermatofitos: Los dermatofitos pueden ser identificados por sus formas características macro y microscópicas y el auxilio de unas pocas pruebas complementarias

- Levaduras: Cada laboratorio debe decidir respecto a la identificación se considera suficiente identificar Candida albicans y derivar el resto de las cepas a Centros de Referencia.

Algoritmo para el Diagnóstico de Micosis Superficiales

 

Dejar un comentario

Infecciones de Transmisión Sexual (ITS)

Objetivos.

- Aportar conocimientos básicos en materia de Infecciones de Transmisión Sexual (ITS)

- Aprender a reconocer los primeros síntomas de estas infecciones.

- Concienciar de la necesidad de buscar siempre ayuda médica cuando aparezcan los primeros síntomas.

- Fomentar el uso correcto del preservativo.

Introducción.
Cuando preguntamos a los jóvenes por las infecciones de transmisión sexual sus conocimientos, normalmente, abarcan el SIDA y en algunos casos la sífilis y la gonorrea pero desconocen muchas otras producidas por múltiples gérmenes.
Hay ITS cuya transmisión se produce por contacto sexual con una persona infectada, como la gonorrea, herpes genital, chlamydias, etc.… Otras tienen diferentes vías de transmisión, como el VIH/ SIDA y las hepatitis víricas, que se transmiten a través de la sangre, semen y flujo vaginal. Además existen infecciones como la sarna y la pediculosis del pubis (ladillas), que pueden ser adquiridas también, además del contacto directo, por contacto con ropas u objetos contaminados.
¿Qué son las ITS?
Son infecciones cuya transmisión se realiza, fundamentalmente, a través de las relaciones sexuales (orales, vaginales o anales) mantenidas con una persona infectada o enferma.
Los gérmenes causantes de las ITS tienen muy poca resistencia al medio ambiente exterior, muriendo rápidamente en contacto con el mismo (con excepción de los ácaros de la sarna y las ladillas).
La creencia de que este tipo de enfermedades se transmiten por baños públicos, piscinas, etc. es errónea.

Descriptores: Infecciones de Transmisión Sexual (ITS). Examen médico y estudio microbiológico. Primeros síntomas de estas infecciones. Preservativo. Diagnóstico. Tratamiento. Complicaciones. Inmunidad. Manifestaciones clínicas. Supuración uretral. Uretritis. Flujo vaginal. Vagonosis, Vaginitis. Ulceras genitales. Condilomas o verrugas genitales. Inflamación del glande (balanitis). Supuración uretral. gonococos (Neisseria gonorrhoeae), chlamydias, ureaplasma, Trichomonas, Candidas (levaduras) o la Gardnerella Vaginalis. Sífilis (Treponema pallidum)(. Chancro blando.Herpes genital. Virus HPV ( Virus del Papiloma Humano). Pediculosis pubis, piojo púbico (ladillas).Sarna, ácaro parasitario Sarcoptes Scabiei. Hepatitis víricas. SIDA, virus VIH.

VER TEXTO COMPLETO

Dejar un comentario

Las pruebas de tolerancia glucosada

RESUMEN

Son pruebas que miden la capacidad para metabolizar la glucosa. Las personas que padecen de diabetes mellitus tienen altos niveles de glucosa en la sangre y las pruebas de tolerancia a la glucosa son una de las herramientas para diagnosticarla.

Este examen también se realiza para diagnosticar diabetes mellitus en estudios investigativos que involucren a los diabéticos y en casos en los que se sospeche la presencia de esta enfermedad, a pesar de haber realizado un examen en ayunas de glucosa en sangre, con resultados normales, así como para el diagnóstico de hiperinsulinismo (elevación de los niveles de insulina).

Descriptores: pruebas de tolerancia glucosada, glucosa, TOMA DE MUESTRAS; EDUCACIÓN DEL PACIENTE; TÉCNICAS Y PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO, diabetes mellitus, hiperinsulinismo. Pruebas de tolerancia utilizando una dosis única oral de glucosa. Pruebas de tolerancia con una dosis intravenosa de glucosa. Criterios utilizados para definir la condición de anormalidad de una curva de tolerancia ,se basan en el nivel o pico elevado alcanzado por la concentración sanguínea y la falta de retorno al nivel normal, 2 horas después de la ingestión de glucosa, siendo este último el más importante.

VER TEXTO COMPLETO

Comments (2)

Older Posts »
Seguir

Recibe cada nueva publicación en tu buzón de correo electrónico.